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Revista de biología marina y oceanografía

versión On-line ISSN 0718-1957

Rev. biol. mar. oceanogr. v.43 n.3 Valparaíso dic. 2008

http://dx.doi.org/10.4067/S0718-19572008000300014 

 

Revista de Biología Marina y Oceanografía 43(3): 547-557, diciembre de 2008

ARTÍCULOS

Caracterización molecular de las comunidades bacterianas asociadas a sedimentos de un sistema costero del norte de la corriente de Humboldt, bahía de Mejillones del Sur, Chile

Molecular characterization of bacterial communities associated to sediments in the northern Humboldt Current system, Mejillones del Sur bay, Chile

 

Rubén Araya1,2, Juan C. Leiva3 y Jorge Valdés4

1Instituto de Recursos Naturales Renovables (IA-RnR), Universidad de Antofagasta, Avda. Angamos 601, Antofagasta Chile
2Departamento de Acuicultura, Universidad de Antofagasta, Avda. Angamos 601, Antofagasta Chile
3Programa Doctorado en Ciencias Aplicadas Mención SMC, Universidad de Antofagasta, Avda. Angamos 601, Antofagasta, Chile
4Instituto de Investigaciones Oceanológicas, Universidad de Antofagasta, Avda. Angamos 601, Antofagasta, Chile
raraya@uantof.cl


ABSTRACT

To assess the structure of bacterial communities associated to coastal marine sediments of the Humboldt Current System of Mejillones bay (23ºS), Chile, we examined 16S rDNA fragments of Bacteria Domain by denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE), along with multidimensional scaling analysis (MDS). Sediments were taken from four sampling stations located at the bay and samples from four different depth points were analyzed for three periods during one year. The genetic analysis of prokaryont communities revealed a high bacterial diversity product indicated by the high number of bands detected by DGGE. The MDS analysis showed changes among the bacterial communities in all sampling stations, particularly on the community structures of prokaryotic cells associated to sediments at 10 m, although we also found subtle differences in the structure of prokaryotic communities in all the depth analyzed. The findings of changes in the structure communities of prokaryotic cells could be triggered by changes in circulation water patterns inside the bay, which could be related to upwelling waters found at the northeast margin of the bay. In conclusion, the use of DGGE technique allowed us to establish bacterial community changes by qualitative analysis of samples obtained from different sampling stations at different periods.

Key words: DGGE, MDS, bacteria


RESUMEN

Para conocer la estructura de comunidades bacterianas asociadas a sedimentos marinos del sistema costero de la corriente de Humboldt en la bahía de Mejillones del Sur (23ºS), Chile, se realizaron análisis de electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE) a partir de fragmentos del 16S rADN para el Dominio Bacteria, junto con el análisis de escala multidimensional (MDS). Para esto, se realizaron muestreos de sedimentos en cuatro sectores dentro de la bahía de Mejillones del Sur, durante tres períodos de muestreo y cuatro profundidades. El análisis genético de las comunidades procarióticas estudiadas reveló una alta diversidad bacteriana, la cual se estableció por el gran número de bandas detectadas por DGGE. El análisis de MDS evidenció cambios en la estructura de las comunidades asociadas a los sedimentos recolectados a 10 m, entre las 4 estaciones de muestreo. Se encontraron además, diferencias en la estructura de comunidades procarióticas asociadas a las distintas profundidades analizadas. Esta variación en la estructura genética de las comunidades procarióticas estuvo influenciada por cambios en los patrones de circulación al interior de la bahía, los cuales se asociarían al efecto de los focos de surgencia que ingresan por el margen noreste de la bahía. En conclusión, la técnica de DGGE nos permitió establecer cambios en la estructura de las comunidades bacterianas a través del análisis cualitativo de muestras obtenidas en los diferentes sectores y tiempos de muestreo.

Palabras clave: DGGE, MDS, bacteria


INTRODUCCIÓN

La corriente de Humboldt (HCS) es uno de los sistemas marinos más ricos en productividad biológica, lo que le permite sustentar una de las mayores producciones pesqueras del planeta (Summerhayes et al. 1995, González et al. 1998, Iriarte et al. 2000). Esta riqueza principalmente se debe al efecto fertilizador de aguas profundas que emergen hacia la superficie conducida por los vientos, las cuales aportan nutrientes a la zona eufótica sobre el margen del continente (Barber & Smith 1981). Esta particular característica a menudo genera ciertos cambios puntuales biológicos y oceanográficos, los cuales han sido ampliamente estudiados en los últimos años (Langue & Berger 1993, Strub et al. 1998, Escribano & Hidalgo 2000, Sobarzo & Figueroa 2001, Blanco et al. 2001). Sin embargo, estos estudios se han enfocado principalmente en los ambientes pelágicos a una escala regional, dejando en un segundo plano los sistemas marinos costeros de escala local como lo son los ambientes de bahía. En Chile, la información para estos ambientes cubre aspectos tales como circulación de masas de agua, productividad biológica, impactos ambientales, manejo de recursos y ecología de comunidades. Sin embargo, no todas las bahías han sido estudiadas con igual intensidad, generándose vacíos de conocimiento que dificultan el entendimiento y comparación de los procesos propios de estos sistemas, así como de medidas administrativas que permitan un manejo armónico de dichos ambientes.

Uno de los aspectos menos estudiados en los ambientes costeros de Chile, es el relacionado con la estructura y dinámica de las comunidades microbiológicas que allí habitan; esto porque generalmente las bacterias han sido consideradas como una `caja negra' dentro de los sistemas ecológicos (Kenzaka et al. 1998) y porque persistían deficiencias metodológicas que impedían un estudio representativo de estas comunidades de microorganismos (Wagner et al. 1993). Recientemente, el desarrollo de técnicas no dependientes de cultivo destinadas a evitar el bajo porcentaje de cultivabilidad (<1%) (Amann et al. 1995, Muyzer et al. 1998) respecto de la fracción total de bacterias observables en muestras ambientales (Sahm & Berninger 1998, Ellis et al. 2003), ha permitido conocer la variabilidad espacial y temporal de las comunidades (Ward et al. 1995). Además, el uso de herramientas moleculares como la técnica de electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE) (Muyzer et al. 1993), a partir de fragmentos de 16S rADN amplificados mediante la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (Mullis & Faloona 1987), ha sido utilizada junto al análisis de escala multidimensional (MDS) para analizar poblaciones bacterianas asociadas a diversos ambientes como suelos y sedimentos (Brinkhoff et al. 1998, Rosado et al. 1998, Bruns et al. 1999, Traian et al. 2008), así como bacterioplancton de ambientes lacustres y marinos (Murray et al. 1998, Dumestre et al. 2001, Schafer et al. 2001, Casamayor et al. 2002).

La península de Mejillones ha sido descrita como el accidente geográfico más importante de la costa chilena, dando origen, en la región de Antofagasta, a dos grandes bahías con aperturas opuestas como son San Jorge y Mejillones del Sur (Vargas 2002). Particularmente, esta bahía, pertenece al sistema de surgencias de Punta Angamos, descrito como el sistema de surgencias más productivo de la zona norte de Chile (Escribano 1998, González et al. 1998, Marín & Olivares 1999, Escribano & Hidalgo 2000, Thomas et al. 2001, Sobarzo & Figueroa 2001), con valores de productividad primaria que alcanzan los 1.070 g C m-2 y-1 (Marín et al. 1993). La circulación al interior de la bahía se caracteriza por el ingreso de aguas de surgencias por el margen noreste y por el noreste lo que genera un giro ciclónico en el centro de la bahía, con una clara estratificación térmica del agua (Escribano et al. 2002, Marín et al. 2003). Estas características influyen fuertemente en el comportamiento estacional de la bahía, caracterizada por una estación fría y una cálida, donde los pulsos de surgencias conducen al continuo flujo de material orgánico hacia el fondo de la bahía. Sin embargo, poco se conoce respecto de cómo se comportan o influyen estacionalmente las características oceanográficas sobre las comunidades bacterianas asociadas a los sedimentos de la bahía de Mejillones del Sur. Por tal motivo, el objetivo del presente estudio fue describir cambios en la estructura genética de comunidades bacterianas asociadas a sedimentos marinos de la bahía de Mejillones del Sur. Para esto, se seleccionaron a lo largo de la costa, cuatro transectas de muestreo, las cuales fueron analizadas a partir de sedimentos obtenidos desde distintas profundidades mediante la técnica de electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE). Este es el primer reporte en la literatura nacional acerca de la utilización de esta técnica de caracterización molecular, en especial, para una zona en la cual coexisten diversas actividades humanas como acuicultura, pesquería, generación de energía y servicios asociados a la minería.

 

MATERIAL Y MÉTODOS

Obtención de muestras de sedimentos y determinación de parámetros físico-químicos en la columna de agua

Los sedimentos fueron recolectados con un box-core de 225 cm2 de superficie, a partir de cuatro transectas perpendiculares a la línea de costa, localizadas en distintos puntos de la bahía de Mejillones, (23,5oS), e individualizadas como T1: Punta Chacaya, T2: Industrial, T3: Capitanía y T4: Punta Rieles (Fig. 1). Desde cada transecta se recolectaron muestras de sedimentos en triplicado a partir de sucesivos dragados a 10 m, 25 m, 50 m y 75 m de profundidad. Cada muestra fue almacenada en frascos plásticos estériles de 50 mL de capacidad (Corning) y mantenidas a 4ºC para su transporte al laboratorio de Microbiología de Sedimentos de la Universidad de Antofagasta. Este procedimiento se repitió tres veces; en septiembre 2005, diciembre 2005 y mayo 2006. Adicionalmente, al momento del muestreo, se registraron las variables físico-químicas de la columna de agua como temperatura, oxígeno disuelto y clorofila, por medio de una sonda multiparámetro YSY modelo 6600 y un CTD SeaBird 19 Plus. El análisis de materia orgánica se realizó mediante la metodología descrita por Nelson & Sommers (1982).

Figura 1. Mapa de las transectas de muestreo localizadas en la bahía de Mejillones del Sur, Chile
Figure 1. Map of the sampling stations in Mejillones del Sur bay, Chile

 

Extracción de ADN y purificación

Las muestras de sedimentos obtenidas por dragado, en triplicado, fueron mezcladas en partes iguales para posteriormente extraer el ADN genómico de las bacterias siguiendo la metodología descrita por Tsai & Olson (1991). Para esto, las bacterias asociadas a 1 g de muestra de sedimento fueron lisadas por medio de lisozima (Lyzozyme, Sigma Chemical Co.) y fraccionamiento físico, por medio del congelamiento y calentamiento (`freeze-thaw'). Posteriormente, el ADN fue extraído con dodecyl sulfato sódico (SDS) y fenol-cloroformo, para posteriormente ser precipitado con etanol al 100% a -20°C durante 12 h. Las moléculas de ARN fueron removidas por medio de la incubación con ARNasa A (0,2 µg µL-1) desde los extractos crudos. Posteriormente, el ADN libre de ARN fue purificado con una columna Elutip-d (Scheicher & Schuell, Keene, N.H., U.S.A.), con un prefiltro Scheicher & Schuell NA010/27 (0,45 µm, acetato de celulosa). Por último el ADN fue recuperado desde la columna siguiendo las instrucciones del fabricante.

 

Partidores y amplificación por PCR

Fragmentos de 16S rADN fueron amplificados utilizando los partidores EUBf933-GC-clamp y EUBr1387 (Tabla 1), los cuales son específicos para la secuencia conservada del 16S rADN del dominio Bacteria (Iwamoto et al. 2000). Para prevenir la disociación completa de los fragmentos de ADN durante el análisis por DGGE, una abrazadera (`clamp') de 40-bp rica en GC fue incorporada en la posición 5' final del partidor EUBf933 (Myers et al. 1985). Las reacciones de amplificación se realizaron utilizando ADN polimerasa (AmpliTaq Gold; Applied Biosystem), en un volumen total de 50 µL de la mezcla para PCR. Las concentraciones de los distintos componentes fueron 3 mM de cloruro de magnesio y 20 pmol de cada partidor. El protocolo de PCR utilizado fue con 'hot start' a 95°C por 9 min, seguido de un `touchdown': la temperatura de alineamiento se calibró inicialmente a 65°C y luego se redujo en 0,5°C por cada ciclo hasta llegar a 55°C, seguida de una extensión de los partidores a 72°C por 3 min. Posteriormente, se realizaron 15 ciclos adicionales a 55°C por 1 min (alineamiento de los partidores), con una desnaturación a 94°C, por 1 min y extensión de los partidores a 72°C, por 3 min. Finalmente, se realizó un paso de extensión a 72°C por 7 min.

Tabla 1. Partidores utilizados para la amplificación de fragmentos de 16S rADN
Table 1. Primers used for the amplification of 16S rDNA fragments

 

Análisis por electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE)

Aproximadamente 300 ng de los productos obtenidos por PCR fueron cargados sobre un gel de poliacrilamida (6,5% p/v), conteniendo un gradiente de desnaturalización del 45% al 65% (urea-formamida). La electroforesis fue llevada a cabo a 55°C por 12 h a 100V en una solución buffer de 1x TAE. Luego, los geles se tiñeron por 20 min con SYBR Gold (nucleic acid, Molecular Probes) siguiendo las instrucciones del fabricante. Los geles de DGGE fueron digitalizados por medio de un transiluminador (Vilber Lourmat, modelo TFX20M) con cámara digital (Q-Imaging modelo micropublisher 3.3). Las imágenes de los geles se analizaron para generar un perfil densitométrico de las bandas mediante el programa GelPro Analyzer para Windows (v.4.0.00.00.001, Media Cibernetic), el cual fue exportado a una planilla de datos Microsoft Excel v.2003 para Windows. La detección de las bandas fue registrada cuando la cumbre de éstas excedió el 1% del total de los picos de la gráfica. Para evitar el efecto de bandas no reproducibles o desviaciones de PCR (sesgo de PCR), se compararon amplificaciones paralelas de PCR de la misma muestra, obteniéndose perfiles de DGGE similares. Para el análisis de la comunidad bacteriana, los datos desde la planilla Excel fueron utilizados con el programa Primer 6 para Windows (v 6.1.6, Primer-E Ltda), para construir diagramas de agregación mediante media de grupos y escalamiento métrico multidimensional (MDS); para ello se utilizó la matriz de similitud de Bray & Curtis (1975).

 

RESULTADOS

Análisis de bandas obtenidas por DGGE a través de MDS y análisis de agrupamiento

El análisis genético por medio de DGGE para las distintas transectas analizadas se muestra en la Fig. 2, a partir de cuatro geles que cubren un total de 43 muestras de sedimentos obtenidos en distintas profundidades y períodos de muestreo. El análisis de estos geles, a partir de la generación de perfiles densitométricos de bandas, resultó en la detección total de 840 bandas, las cuales fueron registradas cuando la cumbre de éstas excedió el 1% del total de los picos de la gráfica (Tabla 2). El promedio de bandas para todos los sectores analizados fue de 19,5±6,1, las que variaron entre 7 bandas para el sector Industrial (T2) a una profundidad de 10 m, en septiembre de 2005, hasta 32 bandas para el sector Punta Chacaya (T1), a una profundidad de 50 m, en diciembre de 2005. Los cambios espaciales y temporales en la estructura de las comunidades revelaron que los patrones de bandas de los sedimentos obtenidos desde los 10 m de profundidad en septiembre de 2005, en Punta Chacaya (T1) e Industrial (T2), presentaron una estructura de comunidad diferente a los perfiles obtenidos para sedimentos recolectados a los 25, 50 y 75 m de profundidad (Fig. 3a y b). Coincidentemente, la construcción de clústeres para estos patrones de bandas, mostró valores de homogeneidad del 60 y 50% para las transectas T1 y T2, respectivamente (Fig. 3a y b). Por el contrario, el análisis de las transectas Capitanía (T3) y Punta Rieles (T4) mostró, tanto por MDS como por el análisis de agrupamiento, la presencia de 3 y 2 clústeres, respectivamente.

Figura 2. Visualización de geles de DGGE a partir de fragmentos del 16S rADN obtenidos por PCR para muestras recolectadas desde las transectas 1(A), 2(B), 3(C) y 4(D). El orden cronológico del análisis se expresa para septiembre 2005, diciembre 2005 y mayo 2006 para sedimentos obtenidos desde 10, 25, 50 y 75 m de profundidad
Figure 2. DGGE of PCR-amplified 16S rDNA fragments of sediments associated bacteria from different sample stations 1(A),
2(B), 3(C) and 4(D). The time course of the sediment samples analysis is indicated for September 2005, December 2005 and May 2006 for sediments sampled at 10, 25, 50 and 75 m deep

 

Tabla 2. Número de bandas detectadas por medio de electroforesis en gel de gradiente desnaturalizante (DGGE) desde las distintas transectas analizadas en tres períodos estacionales
Table 2. Number of detected bands by the use of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) from the different sampling stations along different seasonal periods

 

Figura 3. Análisis bidimensional por medio de MDS (columna derecha) y agrupamiento (columna izquierda) a partir de geles de DGGE para fragmentos del 16S rADN obtenidos por PCR para muestras recolectadas desde las transectas 1(A), 2(B), 3(C) y 4(D) durante septiembre 2005, diciembre 2005 y mayo 2006 para sedimentos obtenidos desde 10, 25, 50 y 75 m de profundidad
Figure 3. Two-dimensional plots of MDS (right column) and cluster (left column) analysis from DGGE patterns of sediment associated bacteria for sampling stations 1(A), 2(B), 3(C) and 4(D) along September 2005, December 2005 and May 2006 for sediments sampled at 10, 25, 50 and 75 m deep

 

Análisis de variables físico-químicas

El análisis de variables físico-químicas se observa en la Fig. 4. Los perfiles de temperatura para las distintas transectas al momento de los muestreos de sedimentos evidenciaron, en general, patrones homogéneos sin la presencia de una clara termoclina superficial en especial para el período de septiembre 2005 y mayo 2006. Sin embargo, para el período de diciembre 2005 la distribución de la temperatura en las distintas transectas fue homogénea, a excepción de la transecta 1 (Fig. 4a). Esta última evidenció una pequeña termoclina superficial a los 6 m, para, a partir de esta profundidad, mantenerse homogénea en comparación de los perfiles registrados para las otras transectas (Fig. 4a).

Figura 4. Perfiles de temperatura (A), oxígeno disuelto (B) y clorofila (C), registrados en la columna de agua para las distintas transectas, durante septiembre 2005 (columna izquierda), diciembre 2005 (columna central) y mayo 2006 (columna derecha)
Figure 4. Temperature (A), disolved oxygen (B) and chlorophyll (C) patterns registered on seawater column for the different sampling stations during September 2005 (left column), December 2005 (central column) and May 2006 (right column)

 

Los perfiles de oxígeno disuelto en la columna de agua mostraron variaciones estacionales de este parámetro, en especial para septiembre 2005 y mayo 2006, con niveles de oxígeno por sobre los 5 mg L-1 para cada una de las transectas hasta los 21 m, a excepción de la transecta 1, la cual bajo los 13 m cayó con niveles inferiores a 2 mg L-1. En diciembre 2005 se registró una disminución de este gas bajo los 6 mg L-1 a partir de los 10 m de profundidad, para las transectas 1, 3 y 4, a diferencia de la transecta 2 con niveles inferiores a los 2 mg L-1 a partir de los 6 m de profundidad (Fig. 4b).

La clorofila total para cada una de las transectas analizadas para los distintos períodos del estudio, mostró grandes variaciones entre septiembre y diciembre 2005 (Fig. 4c). Se observaron claramente los bajos niveles de este pigmento durante el período de muestreo de septiembre 2005, cuando los niveles registrados fueron inferiores a 4 mg L-1 a partir de los 2 m de profundidad. Inversamente, durante diciembre 2005, los niveles de clorofila detectados para las transectas 3 y 4 incrementaron su concentración por sobre 6 mg L-1, a partir del nivel superficial hasta los 10 m de profundidad. Sin embargo, los perfiles obtenidos para las transectas 1 y 2 se mostraron homogéneos desde la superficie hasta los 16 m de profundidad (Fig. 4c).

 

Análisis de materia orgánica

La determinación de materia orgánica para los sedimentos recolectados desde cada una de las transectas durante los distintos períodos de muestreo se observan en la Fig. 5. Estos resultados muestran, en general, que sedimentos recolectados a profundidades inferiores a 25 m registraron niveles inferiores al 5% de materia orgánica. A diferencia de esto, sedimentos mas profundos (75 m) mostraron valores de materia orgánica por sobre el 20%, sin grandes variaciones a nivel estacional.

Figura 5. Porcentaje de materia orgánica de sedimentos marinos recolectados desde las transectas T1, T2, T3 y T4 durante septiembre 2005 (A), diciembre 2005 (B) y mayo 2006 (C). Los valores representan el promedio del análisis de muestras en triplicado ± desviación estándar
Figure 5. Percentage of organic matter in marine sediments obtained from the sampling stations T1, T2, T3 and T4 during September 2005 (A), December 2005 (B) and May 2006 (C). Results represent the average of triplicate analyzed samples ± standard deviation

 

DISCUSIÓN

El análisis genético espacial y temporal a partir de la utilización de DGGE, mostró en general un alto número de bandas para los distintos geles analizados. Si bien cada una de las bandas totales detectadas representaría una especie bacteriana (Muyzer et al. 1993), la diversidad ecológica así como la estructura de la comunidad de los sedimentos marinos de la bahía de Mejillones del Sur evidenciaron una alta y compleja diversidad procariótica. La variación en la estructura genética de las comunidades bacterianas observadas para los sedimentos recolectados a 10 m de profundidad en septiembre 2005, desde las transectas T1 y T2, respecto de las transectas T3 y T4, reflejaría las diferentes condiciones que afectan a las comunidades microbianas. Como se ha señalado por Nelson et al. (2008) al estudiar comunidades bacterianas planctónicas marinas, cambios en la circulación de las aguas y de factores no tradicionalmente medidos por estudios oceanográficos, provocarían cambios estructurales en las comunidades procarióticas, como los observados en el presente estudio para las distintas transectas. Esto último se atribuye a que el movimiento de las aguas genera condiciones diferentes entre cada una de las transectas analizadas. De esta manera, el análisis de parámetros físico-químicos de la columna de agua reveló que en el caso de la temperatura, las diferencias son más evidentes al comparar las transectas entre sí, que al comparar los distintos tiempos de muestreo. Esto evidenciaría una mayor mezcla de la columna de agua para este período, debido a la entrada de masas de aguas provenientes del foco de surgencia que ingresarían por el margen noreste de la bahía, particularmente por el sector de la transecta 1 (Punta Chacaya). Este fenómeno influencia puntualmente el margen costero de los 10 m de profundidad, hasta el sector de Capitanía de Puerto (T3) frente a la ciudad de Mejillones. A diferencia de la entrada de masas de aguas con la trayectoria de un giro ciclónico por el sector de Punta Chacaya, el sector de Punta Rieles (T4) se caracteriza por presentar pulsos de surgencia que entran desde afloramientos en el sector de Punta Angamos. Esto último marcaría diferencias en los patrones de circulación y en la estructura de comunidades bacterianas asociada a los 10 m de profundidad en el período de septiembre 2005. Se ha descrito que los mayores pulsos de surgencia en el sistema de Punta Angamos y que influirían en la dinámica interna de la bahía de Mejillones, ocurriría principalmente cuando comienza el período de primavera (Marín & Olivares 1999). En este período, el ingreso de aguas de surgencia de menor contenido de oxígeno disuelto, menor temperatura y mayor contenido de nutrientes, modifica la estructura de la columna de agua, provocando un ascenso de la zona mínima de oxígeno lo que hace que una mayor extensión del piso marino de la bahía presente ambientes de deposición pobres en oxígeno (Valdés et al. 2008). Como consecuencia de esto, se genera en la superficie un frente térmico que transforma la bahía en una sombra de surgencia con la consecuente retención de los nutrientes en superficie y una alta productividad primaria (Marín et al. 2003). Esto último se observa en los perfiles de clorofila, cuyas concentraciones son evidentemente mayores durante diciembre, correspondiendo a un período de alta productividad. La entrada de nutrientes a la bahía puede ser a través de los sectores T1 y T4 lo que produciría afloramientos durante septiembre, lo que consecuentemente incrementaría la diversidad genética de comunidades bacterianas. Por ejemplo, mediante la utilización de DGGE se ha observado que el ingreso de nutrientes al mar Mediterráneo produciría diferencias en el desarrollo y la estructura de las comunidades bacterianas (Schäfer et al. 2001, Lebaron et al. 2001). Esto podría incrementar la proliferación de poblaciones bacterianas fisiológicamente activas, generándose así diferencias en la estructura de las comunidades, lo cual ha sido reportado por Araya et al. (2003). Si bien el número de bandas detectadas en las estaciones T1 y T2 fue superior con 18 y 13 especies, respectivamente, en comparación con las 7 y 9 bandas observadas en el análisis de geles obtenidos desde las estaciones de muestreo T3 y T4 para el mismo período. Las diferencias entre la estructura de la comunidad de los sedimentos analizados a los 10 m respecto de los sedimentos recolectados a otras profundidades, podrían atribuirse a la aparición de nuevas bandas que no fueron detectadas en las otras muestras analizadas o también por efecto de sesgo asociado a la técnica del PCR. Esto es, diferencias en el número de copias de los genes o heterogeneidad del 16S rADN dentro de las especies. Si bien es cierto que la técnica de PCR presenta algunas desventajas, las técnicas genéticas de huella dactilar como PCR-DGGE y PCR-temperatura (T)GGE pueden clarificar los cambios en las comunidades microbianas evitando así la utilización de métodos que incluyan el cultivo bacteriano por medio de técnicas tradicionales (Santegoeds et al. 1998, Van Hannen et al. 1999, Schäfer et al. 2001, Traian et al. 2008).

La estabilidad relativa observada para las comunidades bacterianas obtenidas desde las transectas T1 y T4 a partir de bacterias asociadas a sedimentos por debajo de los 10 m de profundidad, podría ser una respuesta a una estabilidad mecánica de los sedimentos, los cuales no experimentarán bioturbación (Ortlieb et al. 2000) como en el área costera de los 10 m de profundidad. Estos sedimentos se caracterizan por poseer restos orgánicos depositados en la zona más somera de la bahía, los cuales corresponden a una mezcla de materia orgánica metabolizable y no metabolizable, de manera que se espera que ocurra una alta degradación de este último material debido a que son depositados en un ambiente con altos niveles de oxígeno (Valdés et al. 2005). Esto permite suponer que en el área costera de los 10 m existió una alta actividad bacteriana asociada a la transformación de la materia orgánica, lo que explicaría la diferencia en la estructura de las comunidades de estas muestras, respecto de la diversidad genética observada para los sedimentos de las otras muestras analizadas. En conclusión, los resultados observados en el presente estudio mostraron que los patrones de bandas obtenidos por DGGE y su análisis por medio de MDS o la construcción de árboles de agrupamiento (`clusters') fue discriminatorio de acuerdo a las interrogantes planteadas. Sin embargo, para entender los mecanismos que controlan la estructura y función de las comunidades bacterianas asociadas a sedimentos, se requiere de un análisis seriado en el tiempo que incluya el registro de un amplio número de parámetros físico-químicos y oceanográficos en el área de estudio.

 

AGRADECIMIENTOS

Agradecemos el financiamiento del proyecto Innova Chile en su línea de financiamiento de Interés Público No 04CR7IXM-04. Los autores también agradecen a los evaluadores anónimos por los comentarios que contribuyeron a mejorar el presente manuscrito.

 

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Recibido el 8 de enero de 2008 y aceptado el 29 de septiembre de 2008