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Revista chilena de infectología

versión impresa ISSN 0716-1018

Rev. chil. infectol. v.19 n.2 Santiago  2002

http://dx.doi.org/10.4067/S0716-10182002000200006 

CONSENSO

Síndrome diarreico agudo: Recomendaciones para el
diagnóstico microbiológico

COMITÉ DE MICROBIOLOGÍA CLÍNICA SOCIEDAD CHILENA DE INFECTOLOGÍA*
LABORATORIO DE REFERENCIA DE BACTERIOLOGÍA, INSTITUTO DE SALUD PÚBLICA**
INSTITUTO DE CIENCIAS BIOMÉDICAS, FACULTAD DE MEDICINA , UNIVERSIDAD DE CHILE***

ACUTE DIARRHEAL SYNDROME: RECOMMENDATIONS FOR THE
MICROBIOLOGICAL DIAGNOSIS

OBJETIVOS

Las siguientes recomendaciones pretenden ser una guía para el estudio microbiológico del síndrome diarreico agudo -SDA-, de modo de racionalizar y uniformar los procedimientos entre los laboratorios de Microbiología Clínica, considerando la relación costo/beneficio.

INTRODUCCIÓN

El SDA es una causa importante de morbilidad y mortalidad en pacientes pediátricos, estimándose una incidencia en América Latina de 2,7 episodios diarreicos por año durante los dos primeros años de vida1. En nuestro país, las muertes por diarrea aguda en niños bajo 5 años de edad, han disminuido desde 3,8/100.000 habs. en 1990 a 1,7/100.000 habs. en 1998. El número de consultas por diarreas notificadas en 1998 por 13 Servicios de Salud fue de 175.478 consultas, de las cuales el 35% correspondió a niños bajo 5 años de edad2.

En adultos la incidencia reportada en países desarrollados varía de 0,75 a 1 episodio de diarrea por persona al año3.

Aún cuando el SDA es un problema de salud pública mundial, presenta sustanciales variaciones regionales, tanto en su incidencia como en la variedad y frecuencia relativa de los agentes etiológicos. A esta variación se le debe agregar las limitaciones en los recursos que impiden un estudio etiológico amplio y dificultan aún más su comparación.

En la epidemiología del SDA se han involucrado como mecanismos de transmisión la ingestión de alimentos o agua contaminada y la trasmisión persona a persona. Su presentación suele ser endémica y/o epidémica, estando esta última asociada a variaciones estacionales o a contaminación de una fuente única (agua o alimentos) en la comunidad. Con el fin de orientar su probable etiología, es importante determinar el antecedente de exposición a factores de riesgo tales como ingestión de mariscos, carnes crudas y otros, estadía hospitalaria, asistencia a sala cuna, terapia antimicrobiana previa, etc.

La presentación clínica del SDA también presenta variaciones debidas tanto al tipo de huésped (lactante, anciano, inmunocomprometido) como a la variedad de agentes causales. Entre estos se pueden encontrar bacterias: Salmonella spp, Shigella spp, Campylobacter spp, Yersinia enterocolitica, Escherichia coli diarreogénicas, Clostridium difficile, Vibrio parahemolyticus, Vibrio cholerae; virus: rotavirus, adenovirus, calicivirus, astrovirus; y parásitos: Giardia lamblia, Entamoeba histolytica, Cryptosporidium. En cuadros de intoxicaciones alimentarias se debe considerar también Staphylococcus aureus, Clostridium botulinum, Clostridium perfringens, Listeria spp y Bacillus cereus. En el caso de brotes intrahospitalarios de diarrea o cuadros diarreicos adquiridos durante una hospitalización, los agentes más frecuentes son C. difficile, rotavirus y E. coli enteropatógena (Tabla 1).

DEFINICIONES

Síndrome diarreico: Alteración en el contenido de agua, volumen o frecuencia de las deposiciones: disminución de la consistencia (blanda o líquida) y un aumento de la frecuencia (< 3 deposiciones /día)3.

Diarrea infecciosa: diarrea debido a una etiología infecciosa. Suele ser acompañada por náuseas, vómitos y dolor abdominal3.

Diarrea aguda: Diarrea con menos de 14 días de evolución3.

Diarrea secretora: Diarrea acuosa de alto volumen, en ausencia de sangre, pus, dolor abdominal intenso o fiebre4.

Diarrea disentérica: Deposiciones mucosas y/o sanguinolentas frecuentes y de volumen escaso a moderado, que pueden estar acompañados de tenesmo, fiebre o dolor abdominal intenso4.

Principales agentes etiológicos de diarrea aguda

Virales

l Rotavirus: Es la causa más común de diarrea severa en menores de 2 años. En este grupo alcanza al 10 a 50% de las diarreas que requieren hospitalización. En un estudio realizado en nuestro país, entre 1997 y 1998 se observó que este virus aparece en 34% de los casos ambulatorios y en 47% de los hospitalizados1,2.

l Adenovirus: En estudios internacionales se menciona como la segunda causa de diarrea aguda viral en niños, puede ser esporádica o agente de brotes intrahospitalarios1. En un estudio realizado en la Pontificia Universidad Católica de Chile, en 118 niños con diarrea no disentérica, con clínica sugerente de etiología viral, se encontró adenovirus en 2,5% versus 38,1% de aislamientos de rotavirus (Datos no publicados).

l Astrovirus: Presenta distribución mundial. Se ha asociado a brotes epidémicos en niños. En América Latina se ha encontrado en 16% de las diarreas no disentéricas, que no tenían rotavirus y en 7% asociado a rotavirus. La frecuencia en pacientes hospitalizados puede ser de 3 a 5%. Presenta estacionalidad en invierno y puede producir intolerancia transitoria a lactosa1.

l Calicivirus: Esporádico, con alta frecuencia causa infecciones asintomáticas, puede ser agente de brotes epidémicos por transmisión fecal-oral o por contaminación de alimentos en hogares de ancianos, con una tasa de ataque de 50 a 70%. En Santiago se han identificado en brotes de gastroenteritis asociados al consumo de mariscos crudos (V. Prado, en prensa).

Bacterianos

l Escherichia coli enteropatógena (ECEP): Produce diarrea acuosa severa con deshidratación, se observa con mayor frecuencia bajo 1 año de edad y por su gran transmisibilidad, ocasiona frecuentemente brotes intrahospitalarios. Se aisla en ~ 4% de las diarreas esporádicas. Tendría impacto en el desarrollo pondoestatural de los niños. La definición de ECEP ha cambiado recientemente, basándose en las características patogénicas -histología que muestra aplanamiento de las microvellosidades con íntima adherencia entre ECEP y la membrana celular epitelial y la ausencia de toxina de Shiga- y no en la serotipificación del antígeno somático O. Dado que los laboratorios de Microbiología no pueden determinar factores de virulencia en forma rutinaria (requiere cultivos celulares y métodos genotípicos como presencia del gen eae, plásmido EAF y ausencia de la toxina de Shiga), se ha recomendado el estudio de ECEP solamente en brotes epidémicos, derivándose las cepas aisladas a laboratorios de referencia7,8.

l Escherichia coli enterohemorrágica (ECEH): Son las únicas E. coli enteropatógenas con carácter zoonótico. Se estima que causan ~1% de las diarreas acuosas y 30% de las diarreas disentéricas en niños de la Región Metropolitana. Aproximadamente 10% de los niños infectados desarrollan síndrome hemolítico urémico (SHU)9,10. Se requiere la demostración de la producción de toxina de Shiga: Stx 1 y Stx2 (también denominadas verotoxina 1 y 2), presencia del gen eae y enterohemolisina para confirmar la etiología8. Estudios retrospectivos evidencian el efecto nocivo de la administración de antimicrobianos11, 12; sin embargo, no hay estudios prospectivos que apoyen esta evidencia. Los serogrupos de mayor importancia en Chile son O157, O111, O26 y O55.

l Escherichia coli enteroinvasora (ECEI): Este microorganismo se encontró en 2 a 3% de las diarreas agudas, en niños de bajo nivel socioeconómico en Chile13. La diarrea puede ser secretora o disentérica, similar a la ocasionada por Shigella1.

l Escherichia coli enterotoxigénica (ECET): Es el agente más frecuente de diarrea del viajero en adultos y es un problema en la población infantil (13% de los cuadros diarreicos en niños bajo 4 años de edad) asociado a desnutrición1.

l Escherichia coli enteroagregativa (ECEAgg): Se ha asociado a diarrea persistente en preescolares; sin embargo, también se ha aislado en controles sanos, por lo que su rol patógeno no está claramente demostrado13.

· Escherichia coli de adherencia difusa (ECAD): No está claro el mecanismo por el cual desencadena enfermedad, no se ha demostrado multiplicación dentro de la célula intestinal. Sería agente causal de diarrea en niños sobre 4 años de edad8.

l Shigella: Puede ser causa de diarrea en ~10% en niños bajo 5 años de edad14; el mecanismo de transmisión es fecal -oral, también persona a persona y por medio de fomites. Puede producir cuadros severos que requieren hospitalización (22% diarreas disentéricas y 5,4% diarreas no disentéricas). De un total de 1.214 cepas enviadas a confirmar al Laboratorio de Referencia del ISP de Chile en el año 2000, 76,3% correspondió a S. flexneri y 23,1% a S. sonnei. En el año 2001, de un total de 1.468 cepas, 66,6% fueron S. flexneri y 32,7% S. sonnei.

l Salmonella: Están descritas especies zoonóticas y no zoonóticas. Las especies zoonóticas son causa de gastroenteritis relacionadas principalmente con brotes de origen alimentario, en 50% de los casos hay productos avícolas involucrados. El serotipo más frecuente en Chile es Salmonella Enteritidis, seguida de Typhimurium. En América Latina, es causa de 0,5 a 4% de los episodios diarreicos, generalmente secretores, aunque puede haber casos disentéricos1.

l Yersinia: Es un agente de baja frecuencia en países en desarrollo. Representa ~1,6% de las infecciones entéricas en niños bajo 4 años de edad, se concentran en invierno y tiende a producir diarreas prolongadas. En Chile se presenta como diarreas secretoras. Se ha descrito hasta 6% de portación asintomática15.

l Campylobacter: Constituye una zoonosis, siendo los reservorios principales aves y cerdos. En nuestro país se ha aislado en 7,5% de los cuadros diarreicos en lactantes, principalmente en episodios de diarrea secretora, que no requieren hospitalización16.

l Vibrio: Se debe sospechar en un síndrome diarreico con antecedente de ingestión de alimentos marinos en los días previos al cuadro clínico. En Chile se mantiene vigilancia de V. cholerae y V. parahaemolyticus desde la I a la VI Región, sin detección de V. cholerae.

l Aeromonas: Corresponden a infecciones asociadas a ingestión de aguas no tratadas. No se han encontrado factores de virulencia que permitan demostrar su real patogenicidad, puesto que no hay evidencia de enfermedad al exponer voluntarios humanos a un inóculo de este agente. Sin embargo, se considera un potencial patógeno cuando se aisla en forma importante dentro de la muestra y no se encuentran otros patógenos entéricos. Debería estudiarse sólo en los casos que exista el antecedente de la ingestión de agua contaminada.

l Clostridium difficile: Se debe sospechar en pacientes con diarrea que han recibido antimicrobianos las últimas ocho semanas o cuya diarrea se inicia 72 horas o más después de ser hospitalizado. El método más utilizado para su diagnóstico es la detección de toxinas en muestra de deposición. Se sabe que C. difficile produce toxinas A y B, generalmente en forma simultánea. La detección de estas toxinas puede realizarse a través de estudios de citotoxicidad, que si bien es la técnica de referencia para evaluar el rendimiento de otras técnicas, es altamente compleja. En la práctica, se utiliza la detección de toxina a través de métodos de ELISA o inmunocromatográficos (ensayos tipo tarjeta). Se han realizado estudios en Chile comparando los distintos métodos en relación al de referencia17. La Tabla 2 muestra una comparación de los distintos métodos de diagnóstico de diarrea asociada a C. difficile. La mayoría de las técnicas detectan sólo toxina A, por lo que podría perderse una pequeña proporción de C. difficile que sólo producen toxina B.

Estudio bacteriológico del síndrome diarreico agudo

Considerando que el SDA puede ser causado por una amplia gama de agentes enteropatógenos, que el coprocultivo es un examen complejo, de alto costo y que requiere personal especializado, es necesario racionalizar la indicación de este examen seleccionando los pacientes en quienes se realizará y de acuerdo a los antecedentes clínico-epidemiológicos seleccionar también, en determinadas situaciones, los agentes a investigar.

¿En qué pacientes realizar coprocultivo?

Se recomienda efectuar coprocultivo frente a las siguientes situaciones clínicas:

l SDA en un paciente con factores de riesgo especiales: diarrea severa que no cede a tratamiento sintomático, diarrea con sangre, diarrea prolongada en inmunosuprimidos, en neonatos, si existen antecedentes de viajes recientes.

l Estudio de brotes de gastroenteritis asociados al consumo de agua o alimentos o enfemedades transmitidas por alimentos (ETA).

l Estudios epidemiológicos para actualizar la importancia relativa de los agentes etiológicos o para programas de vigilancia.

De acuerdo a estas recomendaciones no se justifica por ejemplo realizar coprocultivo a todos los niños que se hospitalizan por diarrea aguda con presunción clínica de una etiología bacteriana.

Estrategias para el procesamiento del coprocultivo

Fundamentos

El coprocultivo tiene gran valor en los estudios epidemiológicos; sin embargo, el estudio etiológico de un SDA en todo paciente es cuestionable, ya que la gran mayoría de los episodios son autolimitados y el manejo clínico es independiente de la etiología; lo más importante es la prevención y el manejo de la deshidratación. Desde este punto de vista, el síndrome diarreico producido por Shigella, es de las pocas etiologías que se beneficiarían con un tratamiento antimicrobiano y de estudios de susceptibilidad. Por otra parte, existe controversia respecto del uso de antimicrobianos en cuadros producidos por ECEH, por un eventual riesgo de desencadenar un SHU11,12.

El coprocultivo es una muestra que por volumen, costo y carga de trabajo, suele ser de bajo rendimiento y bajo costo-efectividad (Figura 1). En general su positividad, excluyendo ECEP, oscila entre 1,8 y 4,4%3,18-20.

Se ha propuesto que la presencia de leucocitos fecales en deposición podría definir los patógenos a estudiar; sin embargo, su valor predictivo es deficiente. Datos actuales le otorgan una sensibilidad de 40% y una especificidad de 78% en el diagnóstico de diarrea bacteriana por lo que no se recomienda su uso de rutina19, 21-26.

Las estrategias a utilizar para procesar el coprocultivo dependerán de los recursos disponibles en cada laboratorio, la población atendida y los enteropatógenos más relevantes para diferentes grupos de pacientes. Para la orientación más racional de los recursos, es indispensable que en la solicitud del coprocultivo se consignen algunos antecedentes como edad del paciente, tipo de diarrea (secretora, sanguinolenta, prolongada), tratamiento antimicrobiano previo, paciente neonato, inmunosuprimido, brote de ETA, etc.

Si estos datos no están disponibles, se recomienda a los laboratorios de microbiología limitar la búsqueda de agentes enteropatógenos a Salmonella, Shigella y Yersinia.

 

¿Qué agentes enteropatógenos estudiar?

Para orientar el estudio de laboratorio frente a un paciente con SDA, es necesario considerar los antecedentes clínicos y epidemiológicos. De acuerdo a ello se recomienda:

l En diarrea con sangre incluir: Shigella, Salmonella, Y. enterocolitica, Campylobacter. Debido a las tasas observadas de incidencia de SHU, es importante incorporar el estudio de ECEH, serogrupo O157 y otros serogrupos asociados a SHU como O26, O111, O55. Esto requiere además la confirmación de toxina de Shiga 1 ó 2 mediante RPC o ELISA.

l En diarrea secretora que requiera estudio, en pacientes bajo 2 años de edad, considerar ECEP (determinando factores de virulencia), ECET, Shigella y Salmonella.

l En diarrea prolongada, idealmente todos los agentes bacterianos. Si no es factible, es importante incluir Yersinia, ECEP (determinando factores de virulencia) y ECEAgg.

l Frente a brotes epidémicos y pacientes en situaciones especiales, el estudio microbiológico debe ser lo más completo posible.

l Si no se describe algún factor de riesgo que permita orientar al laboratorio, incluir la búsqueda mínima de Salmonella, Shigella y Yersinia.

Las estrategias propuestas se muestran en la Figura 2, con un estudio secuencial para las diarreas agudas. Se agrega el costo considerando los insumos y el porcentaje de recuperación en la Tabla 3.

Momento de obtención de la muestra

Se recomienda obtener la muestra precozmente dentro de la evolución del cuadro clínico, momento en que la concentración bacteriana excretada es alta.

Muestra:

l Deposición: Es una muestra representativa del sitio de la infección, aunque tiene una cantidad importante de flora comensal acompañante. De existir mucus, pus o sangre en la muestra, seleccione esta parte para ser sembrada27.

Muestra recién emitida (hasta una hora sin medio de transporte). Más de una hora, requiere medio de transporte sin refrigerar, el cual se puede mantener hasta 48 a 72 horas. En muestras que no se siembran antes de una hora o sin medio de transporte, el enteropatógeno más afectado es Shigella.

Forma de obtención: Espontánea (recién emitida, pañal), catéter rectal o torulado rectal.

l Tejido colónico: Obtenida por endoscopía en frasco estéril con solución salina (NaCL 9o/oo.

Transporte

El medio de transporte más recomendado es Cary-Blair, ya que permite una adecuada sobrevida de Salmonella, Shigella, E. coli, V. cholerae, V. parahemolyticus, Campylobacter y Yersinia28.

Tiene un bajo contenido de nutrientes para evitar la multiplicación bacteriana, bajo potencial de oxido-reducción y un pH alto (8,0-8,5) que minimiza la destrucción bacteriana debido a formación de ácido. Contiene tioglicolato de sodio, fosfato disódico, cloruro de sodio y agar.

Es de bajo costo, por lo que se recomienda su utilización en todos aquellos laboratorios que no puedan sembrar las muestras antes de una hora.

Si bien se ha demostrado que es posible recuperan en Cary-Blair los patógenos entéricos hasta dos semanas de tomada la muestra, se recomienda su siembra antes de las 72 horas.

Número de muestras

Si bien el estudio de dos muestras aumenta la recuperabilidad respecto de una sola muestra, este aumento no es significativo. Por ello se recomienda estudiar una sola muestra enfatizando en la calidad y oportunidad de la misma. El rendimiento del coprocultivo está más condicionado por el número y tipo de medios selectivos y por el número de colonias que se analizan, que por el número de muestras30,31.

Criterios de rechazo:

Es recomendable no estudiar las siguientes muestras:

l Tórula rectal en ausencia de deposición macroscópica.

l Deposición formada, excepto durante el estudio de portadores.

l Más de una hora a temperatura ambiente sin medio de transporte.

l Coprocultivos y parasitológicos en pacientes hospitalizados más de tres días para estudio de diarrea nosocomial (excepto en caso de brote intrahospitalario). Se ha demostrado que el cultivo de estas muestras sólo permitió recuperar menos del 1% de los patógenos entéricos y ningún parásito18,19,21,25.

Medios de cultivo:

Básicos:

l Mac Conkey + un segundo selectivo diferencial: Las alternativas para el segundo medio diferencial pueden ser: Agar Hektoen, agar SS, agar XLD. Cada laboratorio debe utilizar el medio con el que esté más familiarizado.

l Mac Conkey sorbitol: Cuando se implementa la búsqueda de ECEH O157 se deben buscar colonias sorbitol negativas (incoloras).

Complementarios:

l Caldo selenito: Debe reservarse para estudios de portación o para estudio en muestras de alimentos, ya que presentan una mejor sensibilidad y permiten detectar microorganismos presentes en bajo número31,32.

El uso de este medio contempla un traspaso a las 12 horas para lograr un rendimiento óptimo.

l Medio selectivo para Yersinia: Yersinia crece lentamente a 35ºC en medios selectivos-diferenciales convencionales. El agar CNI es un medio selectivo/diferencial para Yersinia. Una alternativa de bajo costo consiste en la búsqueda rutinaria en el mismo Mac Conkey original. Después de la primera lectura a las 16 ó 18 horas, se incuba a temperatura ambiente hasta completar 48 horas, al cabo de las cuales deben buscarse las colonias lactosa negativas pequeñas que no fueron observadas a las 16-18 horas33.

En el laboratorio de Microbiología de Integramédica, de 226 coprocultivos positivos para Salmonella, Yersinia o Shigella, se aisló Yersinia en 27 (12%) utilizando como método la búsqueda rutinaria a las 48 horas (Comunicación personal, R. Camponovo).

l Un medio no selectivo como agar sangre: Sería de utilidad en la búsqueda de Aeromonas. Se debe utilizar agar sangre adicionado de 50 µg de ampicilina. Sin embargo, dado que el rol de este microorganismo como patógeno entérico no está completamente resuelto, se recomienda la búsqueda sólo cuando se solicita por el médico tratante o durante estudios epidemiológicos.

l Medio selectivo para Campylobacter: Existen medios comerciales altamente selectivos para el aislamiento de Campylobacter, en base a sangre, mezcla de peptona/proteínas, electrolitos, almidón y antibacterianos (vancomicina, trimetoprim y polimixina) pero son de alto costo para el laboratorio ya que además se requiere de un generador de microaerofilia. Una alternativa de buen rendimiento es el uso del frotis de la deposición teñido con una gota de cristal violeta de Hucker (cristal violeta 2 gr, alcohol etílico 20 ml, oxalato de amonio 0,8 gr y agua destilada 80 ml) y una gota de bicarbonato de sodio al 1% durante 1 a 2 minutos (tinción de BV). Este método puede ser de utilidad como diagnóstico presuntivo, de bajo costo, pero que no reemplaza al cultivo34.

Incubación

En general para patógenos entéricos habituales se requiere atmósfera en aerobiosis durante 18 horas a 35ºC.

La búsqueda de Yersinia exige 48 horas, el segundo día a temperatura ambiente.

La búsqueda de Campylobacter requiere microaerofilia a 42°C durante 48 horas.

Interpretación de colonias y baterías

Para la identificación de colonias lactosa (-) sospechosas de Salmonella spp. Shigella spp o Yersinia spp se puede partir con una batería de 3 tubos TSI, LIA y MIO que en un alto porcentaje permitirá hacer diagnóstico presuntivo y se podrá confirmar con pruebas de aglutinación.

Shigella. De las cuatro especies de Shigella, S. flexneri y S. sonnei son las más frecuentes. Su diagnóstico es habitualmente fácil realizando batería de 3 tubos TSI, LIA y MIO a partir de colonia sospechosa lacto-sa (-), teniendo presente dos características fundamentales: producción de gas (-) y movilidad (-) que permitirán la diferenciación con E coli, especialmente de E coli inactiva.

En el MIO sólo es importante la movilidad (-), ya que aunque el indol es (-) en 100% de S. sonnei, es variable en las otras 3 especies y a pesar de que ornitina es (+) en 98% de S. sonnei, en este último tiempo se han recuperado en nuestro país, varias cepas ornitina (-). Las otras especies de Shigella son (-) para ornitina, excepto S. boydii13.

Salmonella. El género Salmonella cuenta con dos especies: Salmonella enterica, la cual está compuesta por 6 subespecies, y Salmonella bongori.

La especie enterica se aisla de humanos y animales de sangre tibia, siendo la subespecie enterica (subespecie I) la más frecuente (99% de los aislamientos), las restantes 5 subespecies de S. enterica y S bongori se aislan de animales de sangre fría y del medio ambiente y raramente de humanos.

Dentro de los serotipos de Salmonella pertenecientes a la subsespecie I, (que cuenta con 1.435 serotipos), se debe distinguir los serotipos Typhi y Paratyphi A que tienen pruebas bioquímicas características, los demás serotipos comparten las pruebas bioquímicas.

Al igual que Shigella es útil iniciar identificación a partir de una colonia sospechosa, lactosa (-) con o sin H2S con 3 tubos de batería TSI, LIA, MIO.

En la siguiente Tabla se muestran las características bioquímicas más frecuentes de Salmonella subespecie I (pueden haber variaciones):

S. Typhi se caracteriza por no producir gas y ser indol y ornitina (-) (características invariables), pero se pueden encontrar cepas inmóviles, cepas sin H2S y menos frecuentemente, cepas lisina decarboxilasa (-).

 

Salmonella Paratyphi A es característicamente siempre indol y lisina decarboxilasa (-), pero se pueden encontrar cepas inmóviles, cepas ornitina (-) y cepas productoras de H2S y menos frecuentemente cepas no productoras de gas.

Todos los demás serotipos de Salmonella con frecuencia muestran la batería típica pero también se pueden encontrar cepas inmóviles, ornitina o lisina decarboxilasa (-) o no productoras de H2S, o lactosa y sacarosa (+).

Por lo tanto, se debe sospechar Salmonella spp en toda batería que presente las siguientes características:

La mayoría de los serotipos de Salmonella que afectan al hombre, se encuentran en los serogrupos del A al E; sin embargo, un porcentaje menor pertenece a otros serogrupos. Por lo tanto, si la aglutinación con estos grupos de una cepa con características bioquímicas de Salmonella es negativa, no se descarta la presencia de Salmonella y es recomendable enviar estas cepas al ISP para completar su identificación.

Yersinia. Son metabólicamente más activas a 25-30ºC que a 35ºC, característica que favorecerá su desarrollo en una placa de agar Mac Conkey dejada a temperatura ambiente hasta completar 48 horas luego de las primeras 24 horas de incubación a 35ºC. Al observar las placas se podrán ver colonias sospechosas lactosa (-), que en la primera revisión no fueron observadas.

En la batería de 3 tubos se encontrará un TSI A/A a pesar de ser una cepa lactosa (-), lo que está dado por ser sacarosa (+).

El LIA a las 18 horas de incubación dará un característico A/A, que debe hacer sospechar el diagnóstico de Yersinia, para luego, a los 2 días de incubación ser K/A.

El MIO es variable, ya que la mayoría de las cepas será móvil en incubación a 25ºC y siempre inmóvil a 35ºC, el indol es (+) en 50% de las cepas y aunque en 95% de las cepas es ornitina (+) (a 25°C), se encuentran cepas ornitina (-).

Dado que en el agar Mac Conkey pueden crecer cocáceas Gram positivas como Enterococcus spp (flora entérica normal de la deposición), es importante observar el desarrollo bacteriano en todo el tubo de la batería y no sólo en la superficie, las reacciones bioquímicas de Enterococcus spp pueden ser similares. Frente a la duda, efectúe una tinción de Gram y test de catalasa.

Estudio de susceptibilidad in vitro. ¿Cuándo realizar antibiograma?

Como criterio general la recomendación es no realizar de rutina el antibiograma a las bacterias enteropatógenas aisladas, ya que como se mencionó anteriormente el uso de antimicrobianos está indicado para un número limitado de agentes y sólo cuando la severidad del cuadro lo amerita.

El antibiograma debería realizarse en las cepas de Shigella, considerando la alta prevalencia de cepas multiresistentes y la necesidad de orientar un tratamiento eficaz. Sensidiscos recomendados por el ISP y la OPS para el antibiograma en Shigella son: ampicilina, cotrimoxazol, cefotaxima, cloranfenicol, ácido nalidíxico y ciprofloxacina. La inclusión de estos antimicrobianos tiene como objetivo mantener una vigilancia de la resistencia en enteropatógenos pero, para dar una adecuada orientación clínica, no se debería informar ampicilina ni cefotaxima.

En las cepas de Salmonella sólo sería útil realizar antibiograma cuando se plantea que la infección es invasora y no se limita a una infección intestinal, pues el uso de antimicrobianos no beneficia el curso clínico de la diarrea por Salmonella. Cuando se realiza antibiograma se recomienda el mismo panel de sensidiscos señalados por Shigella y agregar gentamicina y amikacina.

Informe de resultados

Se debe indicar todos los patógenos entéricos que fueron investigados, señalando los hallazgos positivos.

En el caso de ECEH indicar los serogrupos estudiados, en caso de ser positivos (serología) se debe indicar que la cepa está en etapa de confirmación de factores de virulencia por un laboratorio de referencia (Stx1 y Stx2, gen eae y enterohemosilina).

Ejemplo:

Hubo desarrollo de Shigella sonnei.

No hubo desarrollo de Salmonella spp, Yersinia spp ni E. coli enterohemorágica (serogrupos 0157, 026, 055, 0111).

Puede ser útil par el médico tratante que el laboratorio señale bajo el ítem Observaciones, algunas características de la muestra que reflejen una alteración significativa de la microbiota intestinal, por ejemplo predominio de flora poco habitual como Pseudomonas spp en lactantes pequeños o en inmunosuprimidos, o ausencia de la flora normal.

Envío al laboratorio de referencia

Todas las bacterias enteropatógenas aisladas deben ser enviadas al Laboratorio de Referencia del ISP para dar cumplimiento al reglamento de Enfermedades de Notificación Obligatoria número 712

BIBLIOGRAFÍA

1.- Prado V, O'Ryan M. Acute gastroenteritis in Latin America Infect Dis Clin of North Am 1994; 8: 77-106.         [ Links ]

2.- Departamento de Epidemiología MINSAL. Proyecto Vigilancia Etiológica de las diarreas. Año 2001.         [ Links ]

3.- Guerrant R, Van Gilder T, Steiner T et al. Practice guidelines for the management of Infectious diarrhea. Clin Infect Dis 2001; 32: 331-51.         [ Links ]

4.- Aranda-Michel J, Gianella R. Acute diarrhea: A Practical Review. Am J Med 1999; 106: 670-6.         [ Links ]

5.- Morris J G, Prado V, Ferreccio C et al. Yersinia enterocolitica isolated from two cohort of young children in Santiago de Chile. J Clin Microbiol 1991; 29: 2784-8.         [ Links ]

6.- Prado V, Lagos R, Nataro J P et al. Population-based study of the incidence of Shigella diarrhea and causative serotypes in Santiago, Chile. Pediatr Infect Dis J 1999; 18: 500-5.         [ Links ]

7.- Gilligan P H, Janda J M, Karmali M A, Miller J M. Laboratory Diagnosis of Bacterial Diarrhea. Cumitech 12 A. 1992.         [ Links ]

8.- Nataro J P, Kaper J B. Diarrheagenic Escherichia coli. Clin Microbiol Rev 1998; 11: 142-201.         [ Links ]

9.- Prado V, Martínez J, Arellano C, Levine M M. Variación temporal de genotipos y serogrupos de E. coli enterohemorrágico aislados en niños chilenos con infecciones intestinales o síndrome hemólitico-urémico. Rev Méd Chile 1997; 125: 291-7.         [ Links ]

10.- Prado V, Cordero J, Garreaud C et al. Escherichia coli enterohemorrágico en el síndrome hemolítico urémico, en niños chilenos. Evaluación de diferentes técnicas de diagnóstico de infección. Rev Méd Chile 1995; 123: 13-22.         [ Links ]

11.- Pavia A T, Nichols C R, Green D P et al. Hemolytic-uremic syndrome during an outbreak of E. coli O157:H7 infections in institutions for mentally retarded persons. Clinical and epidemiologic observations. J Pediatr 1990; 116: 544-51.         [ Links ]

12.- Carter O A, Borzyk A A, Carlson A K et al. A severe outbreak of E. coli O157:H7 associated hemorrhagic colitis in a nursing home. N Engl J Med 1987; 317: 1496-500.         [ Links ]

13.- Levine M M, Ferreccio C, Prado V et al. Epidemiologic Studies of Escherichia coli diarrheal infections in a low socioeconomic level periurban community in Santiago, Chile. Am J Epidemiol 1993; 138: 849-69.         [ Links ]

14.- Ferreccio C, Prado V, Ojeda A et al. Epidemiologic Patterns of Acute Diarrhea and Epidemic Shigella Infections in Children in a Poor Periurban Setting in Santiago, Chile. Am J Epidemiol 1991; 134: 614-27.         [ Links ]

15.- Prado V, Ferreccio C, Levine M. Perfil clínico y microbiológico de las infecciones entéricas por Yersinia enterocolitica en niños de Santiago, Chile. Rev Chil Pediatr 1992; 63: 121-7.         [ Links ]

16.- Prado V, Martinez J, Reyes L et al. Características de la infección intestinal por Campylobacter jejuni en lactantes chilenos. Rev Méd Chile 1985; 113: 521-5.         [ Links ]

17.- Briceño I, García P, Alvarez M, Ferrés M, Quiroga T. Diarrea asociada a Clostridium difficile: Evaluación de varios métodos de diagnóstico. Rev Chil Infect 2000; 17: 313-20.        [ Links ]

18.- Hines J, Nachamkin I. Effective use of the Clinical Microbiology Laboratory for Diagnosing Diarrheal Disease. Clin Infect Dis 1996; 23: 1292-301.         [ Links ]

19.- Koplan J P, Fineberg H V, Ferraro M J, Rosenberg M L. Value of stool cultures. Lancet 1980; 2: 413-6.         [ Links ]

20.- Camponovo R. Rendimiento del coprocultivo en pacientes ambulatorios. 2002. Comunicación personal.         [ Links ]

21.- Siegel D L, Edelstein P H, Nachamkin I. Inappropriate testing for Diarrheal Diseases in the Hospital. JAMA 1990; 263: 979-82.         [ Links ]

22.- Marx C E, Morris A, Wilson M L, Reller L B. Fecal leucocytes in stool specimens submitted for Clostridium difficile toxin assay. Diagn Microbiol Infect Dis 1993; 16: 313-5.         [ Links ]

23.- Chitkara Y K, McCasland K A, Kenefic L. Development and Implementation of Cost-effective Guidelines in the Laboratory Investigation of Diarrhea in a Community Hospital. Arch Intern Med 1996; 156: 1445-8.         [ Links ]

24.- Novak R, Sadowski L, Klespies S L, Igel H J. How useful are fecal neutrophil determinations? Lab Med 1995; 26: 743-5.         [ Links ]

25.- Fan K, Morris A J, Reller L B. Application of rejection criteria for stool cultures for bacterial enteric pathogens. J Clin Microbiol 1993; 31: 2233-5.         [ Links ]

26.- Pickering L K, Dupont H L, Olarte J, Conklin R, Ericsson C. Fecal leukocytes in enteric infections. Am J Clin Pathol 1977; 68: 562-5.         [ Links ]

27.- Wilson M L. General principles of specimen collection and transport. Clin Infect Dis 1996; 22: 766-77.         [ Links ]

28.- MUNDY L S, SHANHOLTZER C J, WILLARD K E, PETERSON L R. An evaluation of three commercial fecal transport systems for recovery of enteric pathogens. Am J Clin Pathol 1991; 96: 364-7.         [ Links ]

29.- Church D L, Cadrain G, Kabani A, Jadavji T, Trevenen C. Practice guidelines for ordering stool cultures in a pediatric population. Am J Clin Pathol 1995; 103: 149-53.         [ Links ]

30.- Valenstein P, Pfaller M, Yungbluth M. The use and abuse of routine stool microbiology: a College of American Pathologist Q-Probes study of 601 institutions. Arch Pathol Lab Med 1996; 120: 206-11.         [ Links ]

31.- Forward K R, Rainnie B J. Use of Selenite Broth for the Detection of Salmonella from Stool: A Report of One Year Experience at a Provincial Public Health Laboratory. Diagn Microbiol Infect Dis, 1997; 29: 215-7.         [ Links ]

32.- Ojeda A, Marinkovic K, Prado V, Ferreccio C, Levine M. Rendimiento comparativo de diferentes esquemas de trabajo para aislamiento de enteropatógenos en coprocultivo. Rev Chil Infect 1996; 13: 137-44.         [ Links ]

33.- Bottone E J. Yersinia enterocolitica: The Charisma Continues. Clin Microbiol Rev 1997; 10: 257-76.         [ Links ]

34.- Valenzuela M E, D´Ottone K. Diagnóstico presuntivo rápido de enteritis asociada a Campylobacter. Rev Chil Infect 1984; 1:132-4.         [ Links ]

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* Stephanie Braun J., Rossanna Camponovo C., Erna Cona T., Alejandra Fernández V., Patricia García C., Patricia González A., Beatrice Hervé E., Chrystal Juliet L., Mónica Lafourcade R., M. Eugenia Pinto C., Vjera Triantafilo V. y R. Zemelman Z.
** Soledad Prat M., Alda Fernández R. y Berta Olivares V.
*** Valeria Prado J.
Revisado 24 de mayo del 2002 (R. Camponovo, S. Prat, C. Juliet y A. Fernández).