SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.19 número3ESTUDIO ANÁTOMO-RADIOGRÁFICO DE LAS VESÍCULAS SEMINALES DE LA CHINCHILLA (Chinchilla laniger Grey) EN CAUTIVERIOESTUDIO MORFOLÓGICO DEL CONDUCTO DEFERENTE DEL MONO, Cebus apella índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Revista chilena de anatomía

versión impresa ISSN 0716-9868

Rev. chil. anat. v.19 n.3 Temuco dic. 2001

http://dx.doi.org/10.4067/S0716-98682001000300012 

TRANSFORMACIÓN EPITELIO-MESENQUIMÁTICA DURANTE EL
DESARROLLO EMBRIONARIO

EPITHELIAL-MESENCHYMAL TRANSFORMATION DURING EMBRYONIC DEVELOPMENT

María Angélica Montenegro & Mariana A. Rojas

Programa de Morfología, Instituto de Ciencias Biomédicas, Facultad de Medicina, Universidad de Chile

RESUMEN: La transformación entre un epitelio y un mesénquima es un proceso celular crítico que cumple una importante función en la morfogénesis de diferentes órganos, como la desaparición del epitelio palatino medio que permite la fusión del paladar; el epitelio del conducto de Müller que está destinado a desaparecer en el macho; la formación del mesoderma durante la gastrulación; el desarrollo de la cresta neural; la formación de las válvulas y tabiques que dividen el corazón embrionario, etc.

Durante este proceso, las células epiteliales pierden sus uniones celulares, dejan de expresar citoqueratinas y empiezan a sintetizar vimentina. Además, degradan la lámina basal y extienden filopodios a través de ella hacia el mesénquima subyacente, adoptando una morfología de fibroblasto. El control molecular de este proceso está asociado a factores de crecimiento, especialmente TGF-ß3 y a la proteína zinc finger Slug.

PALABRAS CLAVE: 1. Transformación epitelio-mesenquimática; 2. Fusión palatina; 3. Cresta neural; 4. Desarrollo del corazón; 5. Formación del mesoderma.

INTRODUCCIÓN

La transformación epitelio-mesenquimática (TEM) es un proceso celular crítico que conduce la morfogénesis en un número considerable de órganos y tejidos, como la formación del mesoderma durante la gastrulación; la separación y migración de la cresta neural; la involución del conducto de Müller en el macho; la formación de las válvulas y septos cardíacos; la fusión del paladar, entre otros (Trelstad et al., 1982Shuler et al., 1991; Duband et al., 1995; Hay, 1995; Markwald et al., 1995; Viebahn, 1995).

Durante la morfogénesis, se producen cambios dramáticos de un estado de diferenciación a otro; algunos epitelios se transforman en mesénquima junto con la habilidad de migrar para formar  tejido conectivo, inducidos por la matriz extracelular o por factores de crecimiento. Esta conversión fenotípica involucra una reorganización del citoesqueleto y cambios, tanto en las interacciones célula-célula, como célula-matriz. Este proceso también ocurre en tejidos adultos en algunas condiciones patológicas.

Las células epiteliales son células polarizadas, que sintetizan y se apoyan en una lámina basal, están relacionadas con sus vecinas por uniones específicas y contienen moléculas de adhesión características, como  caderina-E que se distribuye en las superficies laterales de los epitelios donde interactua con otras caderinas-E de células adyacentes (Cowin & Burke, 1996). El sindecán-1, proteoglicano de heparán-sulfato, es un receptor de la membrana celular que tiene una distribución similar a la caderina-E (Bernfield et al., 1992). Una célula mesenquimática tiene forma alargada con prolongaciones y sintetiza componentes de matriz extracelular (MEC). Estas células mesenquimáticas interactuan con la MEC a través de receptores distribuidos por toda la superficie celular y no forman uniones. Los epitelios son ricos en filamentos intermedios de citoqueratina (Rojas et al., 1998), en cambio, las células mesenquimáticas tienen vimentina (Steiner & Roop, 1988).

Durante la TEM, aparecen filopodios en la superficie basal de las células epiteliales, que se extienden hacia la MEC intersticial, luego la célula se elonga y se desprende del epitelio (Fig. 1). Las citoqueratinas desaparecen y se sintetiza vimentina. La caderina-E y las desmoplaquinas se pierden o se redistribuyen (Prieto & Crossin, 1995). Las uniones celulares se rompen, aparecen nuevos receptores de MEC y así la laminina y el colágeno IV de la lámina basal, son reemplazados por fibronectina y colágeno I. (Guarino, 1995). In vitro, varios epitelios se transforman en mesénquima cuando se suspenden en colágeno tipo I. Por otra parte, también in vitro, caderina-E induce a fibroblastos a formar desmo-sosmas y un epitelio estratificado (Vanderburg & Hay, 1995).

En la TEM se producen los siguientes cambios fenotípicos:
- En los filamentos intermedios: aparición de vimentina y pérdida de citoqueratinas
- En la adhesión célula-célula: pérdida de uniones celulares y cambios en las moléculas de adhesión
En la matriz extracelular: pérdida de la lámina basal y síntesis de matriz mesenquimática
- En la morfología y función celulares: pérdida de la cohesividad celular, cambios en la forma y polaridad celular y aumento de la motilidad


Fig. 1. Cambios morfológicos que experimentan las células epiteliales en su transformación hacia células mesenquimáticas.

 

Transformación epitelio-mesenquimática en la fusión de los procesos palatinos.

El proceso de palatogénesis es una de las etapas del desarrollo embrionario en la que la TEM ha sido muy bien analizada (Fitchett & Hay, 1989; Shuler et al., 1991; 1992; Carette & Ferguson, 1992; Griffith & Hay, 1992; Shuler, 1995; Kaartinen et al., 1997; Sun et al., 1998a y 1998b).

El desarrollo del paladar, evento complejo que frecuentemente se altera produciendo fisura palatina, constituye un buen modelo experimental para estudiar las interacciones tisulares que se producen durante la embriogénesis. Esto se debe a que aparece relativamente tarde en el desarrollo y los procesos palatinos se pueden disecar fácilmente y cultivar in vitro bajo condiciones controladas, donde se fusionan normalmente, en ausencia de factores exógenos.

Este proceso consta de varias etapas, de acuerdo a la posición de los procesos palatinos en la cavidad oral (Ferguson, 1988). Los procesos palatinos emergen desde las paredes mediales de los procesos maxilares y crecen verticales a ambos lados de la lengua. Posteriormente, rotan y se reorientan a una posición horizontal sobre la lengua y se encuentran en la línea media (Fig. 2). En esta etapa, el epitelio palatino medio consta de una capa basal de células cúbicas y una capa superficial de células peridérmicas.


Fig. 2.   Diagrama que muestra las sucesivas etapas de la fusión y confluencia de los procesos palatinos. A) Los procesos palatinos han rotado a una posición horizontal y las células peridérmicas se están decamando*. B) Formación de la lámina epitelial media. C) Ruptura de la lámina epitelial y formación de islotes (flechas). D) Confluencia del tejido mesenquimático.

En las horas siguientes, los epitelios medios contactan, adhieren y forman una lámina epitelial media. Algunas células del periderma de la zona media  degeneran, experimentando muerte celular programada y son eliminadas antes de la adhesión. A medida que la cabeza crece, principalmente en altura, la lámina epitelial media se adelgaza a una capa de células, se rompe en pequeños islotes y luego desaparece, permitiendo la continuidad del tejido mesenquimático de ambos procesos.

Experimentos de separación y recombinación de capas celulares in vitro, han demostrado que el epitelio palatino medio juega un rol pasivo en este proceso, recibiendo las instrucciones desde el mesénquima subyacente (Pourtois, 1972). La señal de esta interacción es compleja e involucra  tanto a moléculas de la MEC como factores de crecimiento.

La fusión completa del paladar secundario de los mamíferos, requiere la desaparición del epitelio palatino de la línea media del paladar, con el objeto de permitir la confluencia mesenquimática. Actualmente existen evidencias que la desaparición del epitelio palatino embrionario se debe a tres mecanismos:

1.  Muerte celular programada o apoptosis de algunas células superficiales.
2.  Transformación de células epiteliales, principalmente basales, en células  mesenquimáticas.
3.  Migración de algunas células epiteliales al epitelio oral o nasal superficial.

Los mecanismos moleculares involucrados en estos procesos, son diferentes, y por lo tanto, pueden ser dife-rencialmente afectados por los teratógenos que producen fisura palatina.

La muerte celular programada fue propuesta hace muchos años debido a la presencia de lisosomas y a la síntesis de enzimas líticas en el epitelio palatino medio (Pratt & Martin, 1975). Este epitelio representa un grupo definido de células que desaparecen en una etapa precisa del desarrollo, lo que es una característica de apoptosis. Sin embargo, con técnicas específicas para detectar degradación del ADN, otra característica de apoptosis, esto sólo se detecta en algunas células palatinas (Gavrieli et al., 1992; Mori et al., 1994; Taniguchi et al., 1995; Martinez-Alvarez et al., 2000).  Utilizando métodos diferentes, Fitchett & Hay y Shuler et al. (1991), postularon que no todas las células experimentan apoptosis, sino que se transforman en células mesen-quimáticas. Esta TEM se observó con microscopía electrónica (Fitchett & Hay; Griffith & Hay) y fue confirmada por estudios de lineajes celulares tanto in vivo como in vitro (Shuler et al.; Hay; Shuler). En 1992, Carette & Ferguson presentaron evidencias que otras células del epitelio palatino también persisten viables pero con un fenotipo epitelial y migran hacia el epitelio oral o nasal vecino, integrándose a ellos como células epiteliales.

La TEM en el paladar embrionario se analizó con el colorante vital DIL, combinado con estudios inmuno-histoquímicos y ultraestructurales. La naturaleza lipofílica de este colorante, conduce su incorporación en la membrana plasmática de las células, pero sólo de aquellas que están en contacto con la solución y no es transferida a otras células (Serbedzija et al., 1989). Tanto in vivo como in vitro, se identificaron células marcadas que quedan en la lámina epitelial media y luego adoptan un fenotipo mesenquimático (Carette & Ferguson; Shuler et al.; Montenegro et al., 2000).

La lámina epitelial teñida con el colorante, presenta inmunotinción positiva con keratina y con laminina, pero no con vimentina (Fig. 3). La vimentina tiñe sólo las células mesenquimáticas. Caderina-E y sindecán-1 se expresan simultáneamente, durante la formación y ruptura de la lámina epitelial, pero en el área donde el epitelio se ha transformado en células mesenquimáticas, no se observa tinción para ninguno de los dos anticuerpos (Sun et al., 1998b; Montenegro et al., 2000).


Fig. 3.   Detección inmunohistoquímica de citoqueratinas AE1 en el epitelio palatino medio durante la fusión de los procesos palatinos. a y b) Inmunotinción positiva en el epitelio medio y en el epitelio que se fusionará con el tabique nasal (flechas). A: 40 X,   B. 100 X. c). Inmunotinción positiva sólo en los islotes epiteliales. 100 X.

El examen ultraestructural permite observar pequeñas discontinuidades en la  lámina basal y las células epiteliales extienden filopodios a través de ellas, pierden sus uniones celulares y adoptan la morfología de fibroblasto. Al mismo tiempo, se acumula tenacina y colágeno tipo III bajo la lámina basal, perpendicular a ella, y las células epiteliales parecen migrar hacia el mesénquima subyacente a lo largo de estas fibrillas.

El control molecular de la TEM en la fusión palatina,  está asociado a la expresión de factores de crecimiento, especialmente TGF-ß3, a colágeno y a tenacina, mientras que la muerte celular programada depende de prostaglandinas y AMPc (Ferguson, 1994; Montenegro & Palomino, 1989; 1990).

El TGF-ß3 muestra un patrón de expresión muy específico y restringido al epitelio palatino medio. Esta expresión se correlaciona temporalmente con la iniciación de la fusión del paladar y con la desaparición del epitelio palatino medio (Kaartinen et al.). La inhibición de la actividad del TGF-ß3 con anticuerpos neutralizantes o con antisense oligonucleótidos, previene la fusión palatina, mientras que la inhibición de las otras isoformas del TGF-ß no tienen efecto en la fusión (Brunet et al., 1995; Proetzel et al., 1995).  Además, ratones transgénicos, en los cuales se previene la expresión del TGF-ß1, tienen desarrollo facial normal; en cambio, en los transgénicos en los cuales se bloquea la expresión del TGF-ß3, presentan fisura palatina (Taya et el., 1999). Por otra parte, in vitro el TGF-ß3 promueve transformación del epitelio palatino medio a mesénquima.

La alteración de este proceso de fusión, contribuye a la fisura palatina, uno de los defectos congénitos más comunes en la especie humana (Gorlin et al., 1990). Los gluco-corticoides inducen fisura palatina en ratones.  Diferentes cepas de ratones tienen diferente susceptibilidad a la inducción de esta anomalía, cuando se administra una dosis standard de glucocorticoides, lo mismo que por un estímulo de stress, durante el período crítico de la organogénesis del paladar. (Fraser et al., 1957; Goldman, 1984; Montenegro et al., 1995). Los glucocorticoides inhiben la síntesis de algunas moléculas de la MEC y reducen la expresión de TGF-ß3 en el paladar embrionario de una manera dosis-dependiente, en cambio, tienen poco efecto sobre los TGF-ß1 y TGF-ß2 (Potchinsky et al., 1996; Montenegro et al., 1998).

Transformación epitelio-mesenquimática en el corazón embrionario.

Los esbozos de las válvulas del corazón y los septos cardíacos se forman por TEM de las células endoteliales del endocardio en el canal aurículo-ventricular (Markwald et al.).

Las almohadillas endocárdicas tempranas están formadas por una MEC cubierta por endotelio. Estas almohadillas se fusionan en el centro del tubo cardíaco y dividen el flujo sanguíneo en los futuros orificios mitral y tricúspide. Entre las dos capas epiteliales (endocardio y miocardio), se acumula la gelatina cardíaca, una capa de MEC secretada por el endocardio (Fig. 4). Luego el endotelio de las almohadillas que reviste el lumen, es activado por un estímulo proveniente del miocardio adyacente y las células endote liales migran a la MEC subyacente. Las células del endocardio emiten filopodios y migran igual que en el paladar. En la formación del tabique aórtico-pulmonar, durante la división del tronco arterioso con células derivadas de la cresta neural, también se produce un cambio de células epiteliales a mesenquimáticas.


Fig. 4.    Corte sagital de embrión de pollo teñido con H-E-azul de Alcián.

a) Se observa el corazón embrionario (C), los arcos faríngeos (a), la copa óptica (O), la vesícula auditiva (A), la placoda nasal (N). 40 X.

b) Imagen a mayor aumento que muestra  el endocardio (E), la gelatina cardíaca (G), el miocardio (M) y las células del endocardio que se están transformando en células mesenquimáticas a nivel de las almohadillas endocárdicas (flechas).  200 X

Las células endoteliales activadas experimentan cambios morfológicos, para llegar a ser células mesenquimáticas rodeadas de MEC. El signo inicial viene del miocardio y en éste está involucrado también el TGF-ß3 (Potts & Runyan, 1989). En las zonas donde va a ocurrir la TEM, el miocardio secreta un complejo llamado adheron que regula la producción de TGFß3 que es expresado en el endotelio y es necesario para la transformación (Boyer et al.,1999).

En las almohadillas endocárdicas, los niveles de TGF-ß3 mRNA se correlacionan con la inducción de TEM en ellas. Además, los anticuerpos anti TGF-ß3 y los antisense oligonucleotidos contra TGF-ß3, inhiben la TEM, en el endotelio del canal aurículo-ventricular (Potts et al., 1991).

Pero en el corazón, la TEM está mediada por otras moléculas además del TGF-ß3. Slug, una proteina zinc finger, es mediador de este proceso en el corazón embrionario de pollo, ya que causa disociación de los desmosomas, que es el paso inicial de la TEM (Savagner et al., 1997; Romano & Runyan, 1999).

 Transformación epitelio-mesenquimática en la cresta neural.

En la cresta neural y en la gastrulación, la transformación epitelio-mesenquimática está íntimamente asociada con el inicio de la migración celular.

En aves y mamíferos, la emergencia de la cresta neural craneal no ocurre en estricta sintonía con el cierre progresivo del tubo neural, a lo largo del eje rostro-caudal, como sucede en urodelos. En aves, se produce antes de la separación del ectoderma epidérmico del resto del tubo, cuando los pliegues se están fusionando (Figs. 5 y 6). En mamíferos, la dispersión de la cresta neural cefálica se produce mucho antes que los pliegues neurales se pongan en contacto (Bronner-Fraser & Baker, 1997). Las células de la cresta neural, se separan del epitelio neural como una oleada que empieza en la cabeza, a nivel del cerebro medio, y se extiende rostralmente al cerebro anterior y caudalmente al cerebro posterior y luego, progresivamente al tronco.


Fig. 5. Emergencia de las células de la cresta neural cefálica.   A. En embrión de pollo. B. En embrión de ratón.


Fig. 6. Corte transversal de embrión de pollo que muestra la emergencia de la cresta neural cefálica (flechas). Se observa el rombencéfalo (R),  la faringe (F). H.E.-azul de Alcián. 100 X.

En la cresta neural, los eventos son similares a los que ocurren en la TEM del paladar y del corazón (Duband et al.): cambios en la forma celular, cambios en las interacciones célula-célula (en las células de la cresta neural aparecen grandes espacios intercelulares junto con la pérdida de la expresión de caderina-N) y cambios en la MEC (la lámina basal del epitelio neural se interrumpe y desaparece en la parte dorsal, al mismo tiempo que la cresta neural migra y se repone una lámina basal continua, una vez que ha migrado).

El factor de transcripción Slug, proteína zinc finger que pertenece a la familia Snail, se expresa en la región dorsal del tubo neural en el momento en que se inicia la migración de la cresta neural. Snail es fuerte represor de la expresión de caderina-E. Dorsalina, gen que codifica para un miembro de la familia TGF-ß, se expresa específicamente en la región dorsal del tubo neural, en el momento en que se inicia la migración  de la cresta neural. TGF-ß provoca migración prematura de las crestas neurales, en aves.

Transformación epitelio-mesenquimática en la formación del mesoderma.

Las células del mesoderma se originan del epiblasto epitelial y, desde aquí, se distribuyen entre epiblasto e hipoblasto. Las células mesodérmicas experimentan cambios fundamentales en la forma y organización celulares, pasando desde una célula epitelial polarizada a una célula mesenquimática no polarizada. Este proceso está restringido a una estrecha zona del epiblasto que corresponde a la línea primitiva (Fig.7 y 8).


Fig. 7. Corte transversal de embrión de pollo que muestra la migración de las células del epiblasto a través de la línea primitiva. Las flechas indican el surco primitivo. HE-azul de Alcián. 200 X.


Fig. 8. Inmunotinción de citoqueratinas 8-18 en las células del polo posterior del epiblasto de embrión de conejo de 18 días.

El epitelio epiblástico, antes de la formación del mesoderma, varía en las distintas especies de mamíferos desde cúbico simple, en conejo, gato, perro y caballo, a cilíndrico pseudoestratificado, en ratón, cerdo, mono y especie humana. Estas células epiblásticas están apoyadas en una lámina basal y presentan uniones intercelulares del tipo gap, desmosomas, y uniones adherentes y ocluyentes (Burdsal et al., 1993).  En la TEM que ocurre durante la gastrulación, las células del epiblasto que ingresan por la línea primitiva, pierden las caderinas E y N, emiten proyecciones filiformes, degradan la lámina basal y protruyen a través de ella (Viebahn).

Transformación epitelio-mesenquimática en el conducto de Müller del feto masculino.

Allard et al. (2000), demostraron que la apoptosis es un proceso decisivo pero no suficiente en la regresión del conducto de Müller en el embrión masculino y que la TEM es también un evento importante en este proceso. Las células epiteliales del conducto de Müller destinadas a desaparecer en el macho, no contienen más lisosomas que sus contrapartes vivas en el embrión femenino. En vez de experimentar muerte celular programada, muchas de estas células se elongan y envían filopodios al tejido conectivo adyacente, de manera similar a lo que ocurre en el corazón embrionario y en los procesos palatinos (Trelstad et al. y Allard et al., 2000) (Figs. 9 y 10).


Fig. 9. Esquema que muestra la  transformación epitelio mesenquimática (A) y la apoptosis (B) en las células del conducto de Müller en el macho.


Fig. 10. Corte transversal de Octodón degu que muestra el conducto de Wolff (puntas de flecha) y el conducto de Müller en regresión (flechas).

SUMMARY: The transformation between epithelia and mesenchyme is a critical cellular process that plays an important role in the morphogenesis of a number of different tissues: the disappearance of the midline palatal epithelial seam leading to confluence of the palate; the cells of the müllerian epithelium  destined to disappear in the male; the formation of the mesoderm during gastrulation; the development of the neural crest; the formation of the atrioventricular cushion and the aortic-pulmonary septum in the embryonic heart, etc.

During this process the switch from cytokeratin expression (normally present in epithelia) to vimentin (normally present in mesenchyme) occur. The basal lamina disappears and elongating epithelial cells extend filopodia into the adyacent mesenchyme. The cells loss epithelial cell junctions, and adopt a fibroblastic morphology. In most of these tissues, the molecular control of the epithelial-mesenchymal transformation is associated to the expression of growth factors, mainly TGF-ß3 and to the zinc finger protein Slug.

KEY WORDS: 1. Epithelial-mesenchymal transformation; 2. Palatal fusion; 3. Neural crest; 4. Embryonic hear; 5. Formation of the mesoderm.

Dirección para correspondencia:
Prof. Dra. María Angélica Montenegro
Programa de Morfología,
Instituto de Ciencias Biomédicas,
Facultad de Medicina,
Universidad de Chile
Independencia 1027
Casilla 70079,
Santiago 7
CHILE

Fax 56-2-6786264
E mail: mmontene@machi.med.uchile.cl

Recibido : 28-07-2001
Aceptado: 20-09-2001

  REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Allard, S.; Adin, P.; Gouédard, L.; Clemente, N.; Josso, N.; Orgebin-Crist, M.; Picard, J. & Xavier, F.  Molecular mechanisms of hormone-mediated Müllerian duct regression: involvement of ß-catenin. Development, 127:3349-60, 2000.         [ Links ]

Bernfield, M.; Konkenyesi, R.; Kato, M.; Hinkes, M.; Spring, J.; Gallo, R. & Lose E. Biology of the syndecans. Ann. Rev. Cell Biol., 8:365-393, 1992.         [ Links ]

Bronner-Fraser, M. & Baker, C.V.H. The origin of neural crest. Part I: embryonic induction. Mech. Dev., 69:3-11, 1997.         [ Links ]

Brunet, C.L.; Sharpe, P.M. & Ferguson, M.W.J. Inhibition of TGF-ß3 (but not TGF-ß1 or  TGF-ß2) activity prevents normal mouse embryonic palate fusion. Int. J. Dev. Biol., 39:345-55, 1995.         [ Links ]

Boyer, A.S.; Erickson, C.P. & Runyan, R.B. Epithelial-mesenchymal transformation in the embryonic heart is mediated through distinct pertussis toxin-sensitive and TGF-ß signal transduction mechanisms. Dev. Dynamics., 214:81-91, 1999.         [ Links ]

Burdsal, C. A.; Damsky, C.H. & Pedersen, R.A. The role of E-cadherin and integrins in mesoderm differentiation and migration at the mammalian primitive streak. Development, 118:829-44, 1993.         [ Links ]

Carette, M. J. & Ferguson, M.W. The fate of medial edge epithelial cells during palatal fusion  in vitro: an analysis by DIL labelling and confocal microscopy. Development, 114:379-88, 1992.         [ Links ]

Cowin, P. & Burke, B. Cytoskeletal-membrane interactions. Curr. Opin. Cell Biol., 8:56-65, 1996.         [ Links ]

Duband, J.L.; Monier, F.; Delaner, M. & Newgreen, D. Epithelial-mesenchymal transition during neural crest development. Acta Anat., 154: 63-78, 1995.         [ Links ]

Ferguson, M.W.J. Palate development. Development, 103: 41-60, 1988.         [ Links ]

Ferguson, M.W.J. Craniofacial malformations. Towards a molecular understandings. Nat. Genet., 6:329-30, 1994.         [ Links ]

Fitchett, J. E. & Hay, E.D. Medial edge epithelium transforms to mesenchyme after embryonic palatal shelves fuse. Dev. Biol., 131:455-74, 1989.         [ Links ]

Fraser, F.C.; Walker, B.E. & Trasler, D.G. Experimental production of congenital cleft palate: genetic and environmental factors. Pediatrics, 19:782-7, 1957.         [ Links ]

Gavrieli, Y.; Sherman, Y. & Ben-Sasson, S.A. Identification of programmed cell death in situ via specific labelling of nuclear DNA fragmentation. J. Cell Biol., 119:493-501, 1992.         [ Links ]

Goldman, A.S. Bochemical mechanism of glucocorticoid and phenytoin-induced cleft palate. Curr. Top. Dev. Biol., 19: 217-40, 1984.         [ Links ]

Gorlin, R.J.; Cohen, M.M. & Lewin, L.S. Orofacial clefting syndromes. En:Syndromes of the head and neck. 3ª ed. Oxford University Press, New York, 1990. pp 693-700.         [ Links ]

Griffith, C.M. & Hay, E.D. Epithelial-mesenchymal transformation during palatal fusion: carboxyfluorescein traces cells at light and electron microscopic levels. Development, 116:1087-99, 1992.         [ Links ]

Guarino, M. Epithelial to mesenchymal transformation change of differentiation. From embryogenic mechanism to pathological patterns. Histol. Histopathol., 10:171-84, 1995.         [ Links ]

Hay, E.D. An overview of epithelio-mesenchymal transformation. Acta Anat., 154:8-20, 1995.         [ Links ]

Kaartinen, V.; Cui, X.M.; Heisterkamp, N.; Groffen, J. & Shuler, C.F. TGF-ß3 regulates transdifferentiation of medial edge epithelium during palatal fusion and associated degradation of basement membrane. Dev. Dynamics, 209:255-60, 1997.         [ Links ]

Markwald, R., Eisenberg, C., Eisenberg, L., Trusk, T. & Sugi, Y. Epithelial-mesenchymal transformations in early avian heart development. Acta Anat., 156:173-86, 1995.         [ Links ]

Martínez-Alvarez C.; Tudela, C.; Perez-Miguelsanz, J:; O'Kane, S.; Puerta, J. & Ferguson, M.W.J. Medial edge epithelial cells fate during palatal fusion. Dev. Biol., 220: 343-57, 2000.         [ Links ]

Montenegro, M.A. & Palomino, H. Inhibition of palatal fusion in vitro by indomethacin in two strains of mice with different H-2 backgrounds. Archs. Oral Biol., 34: 949-55, 1989.         [ Links ]

Montenegro, M.A. & Palomino H. Induction of cleft palate in mice by inhibitors of prostaglandin syntesis. J. Craniofac. Gen. Dev. Biol., 10:83-94, 1990.         [ Links ]

Montenegro, M. A.; Palomino H.M. & Palomino H. The influence of earthquake-induced stress on  human facial clefting and its simulation in mice. Archs. Oral Biol., 40:33-7, 1995.         [ Links ]

Montenegro, M.A.; Rojas, M.A.; Domínguez, S. & Rosales, C.J. Differences in extracellular matrix  components and cell density during normal and dexamethasone-treated secondary palate development in two strains of mice with different susceptibility to glucocorticoid indiced-clefting. J. Craniofac. Genet. Dev. Biol., 18:100-6, 1998.         [ Links ]

Montenegro, M.A.; Rojas, M.A.; Domínguez, S. & Vergara, A. Cytokeratin, vimentin and E- cadherin immunodetection in the embryonic palate in two strains of mice with different susceptibility to glucocorticoid-induced clefting. J. Craniofac. Gen. Dev. Biol., 20:137-43, 2000.         [ Links ]

Mori, C.; Nakamura, A N.; Okamoto, Y.; Osawa, M. & Shiota, K. Cytochemical identification of programmed cell death in the fusing fetal mouse palate by specific labelling of DNA fragmentation. Anat. Embryol., 190: 21-8, 1994.         [ Links ]

Potchinsky, M.; Nugent, P.; Lafferty, C. & Greene, R.M. Effects of dexamethasone on the expression of transforming growth factor-beta in mouse embryonic palatal mesenchymal cells. J. Cell Biol., 166:380-6, 1996.         [ Links ]

Potts, J.D. & Runyan, R.B. Epithelial-mesenchymal cell transformation in the embryonic heart can be mediated in part by transforming growth factor ß. Dev. Biol., 134: 392-401, 1989.         [ Links ]

Potts, J.D.; Dagle, J.M.; Walder, J.A.; Weeks, D.L. & Runyan, R.B. Epithelial-mesenchymal transformation of embryonic cardiac cells is inhibited by a modified  antisense oligodeoxy nucleotide to TGF-ß3. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 88:1516-20, 1991.         [ Links ]

Pourtois,  M. Morphogenesis of the primary and secondary palate. En: Developmental aspects of oral biology. Ed. H.C. Slavkin & L.A. Bavetta. New York Acad. Press 1872. pp 81-108.         [ Links ]

Pratt, R.M. & Martin, G.R. Epithelial cell death and cyclic AMP increase during palatal development. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 72: 874-877, 1975.         [ Links ]

Prieto, A.L. & Crossin, K.L. Cell-cell adhesion molecules in epithelial-mesenchymal  transformations. Acta Anat., 154:21-33, 1995.         [ Links ]

Proetzel, G.; Pawlowskys, A.; Wiles, S. M.V.; Yin, M.; Boivin, G.P.; Howles, P.N.; Ding, J.; Ferguson, M.W.J & Dotschman, T. Transforming growth factor-ß3 is required for secondary palate fusion. Nat. Genet., 11: 409-414, 1995.         [ Links ]

Rojas, M.; Martínez-García, F.; Cobo, P.; Palacios, J.; Nistal, M. & Regadera J. Keratinas: Biología celular y significado funcional normal y patológico. Rev. Chil. Anat., 16:15-31, 1998.         [ Links ]

Romano, L.A. & Runyan, R.B. Slug is a mediator of epithelial-mesenchymal transformation in the developing chicken heart. Dev. Biol., 212:243-54, 1999.         [ Links ]

Savagner, P.; Yamada, K.M. & Thiery, J. P. The zinc finger protein Slug causes desmosome dissociation, an initial and necessary step for growth factor-induced epithelial-mesenchymal transition. J. Cell. Biol., 137:1403-19, 1997.         [ Links ]

Serbedzija, G.N.; Bronner-Fraser, M. & Fraser, S.E. A vital dye analysis of the timing and pathways of avian trunk neural crest cell migration. Development, 106:809-16, 1989.         [ Links ]

Shuler, C.F.; Guo, Y.; Majumder, A. & Luo, R. Molecular and morphological changes during the  epithelial-mesenchymal transformation of palatal shelf medial edge epithelium in vitro. Int. J. Dev. Biol., 35:463-72, 1991.         [ Links ]

Shuler, C.F.; Halpern, D.E.; Guo, Y. & Sank, A.C. Medial edge epithelium fate traced by cell lineage analysis during epithelial-mesenchymal transformation in vivo. Dev. Biol.,  154:318-30, 1992.         [ Links ]

Shuler, C.F. Programmed cell death and cell transformation in craniofacial development. Crit. Rev. Oral Biol., 6:202-17, 1995.         [ Links ]

Steiner, P.M. & Roop, D.R. Molecular and cellular biology of intermediate filements. Ann. Rev. Biochem., 57: 593-625, 1988.         [ Links ]

Sun, D.; Vanderburg, C.R.; Odierna, G.S. & Hay, E.D. TGF-ß3 promotes transformation of chicken palate medial edge epithelium to mesenchyme in vitro. Development, 125: 95-105, 1998a.         [ Links ]

Sun, D.; Mcalmon, K.R.; Davies, J.A.; Bernfield, M. & Hay, E.D. Simultaneous loss of expression of syndecan-1 and E-cadherin in the embryonic palate during epithelial-mesenchymal transformation. Int. J. Dev. Biol., 42:733-6, 1998b.         [ Links ]

Taniguchi, K.; Sato, N. & Uchiyama, Y. Apoptosis and heterophagy of medial edge epithelial cells of the secondary palatine shelves during fusion. Arch. Histol. Cytol., 58:191-202, 1995.         [ Links ]

Taya, Y.; O´Kane, S. & Ferguson, M.W. Pathogenesis of cleft palate in TGF-ß3 knockout mice. Develpoment, 126: 3869-79, 1999.         [ Links ]

Trelstad, R.L.; Hayashi, L.; Hayashi, K. & Donahue, P.K. The epithelial-mesenchymal interface of the rat Müllerian duct: loss of basement membrane integrity and ductal regression. Dev. Biol., 92:27-40, 1982.         [ Links ]

Vanderburg, C.R. & Hay, E.D. E-cadherin transforms embryonic corneal fibroblasts to stratified epithelium with desmosomes. Acta Anat., 157:87-104, 1995.         [ Links ]

Viebahn, C. Epithelio-mesenchymal transformation during formation of the mesoderm in the mammalian embryo. Acta Anat., 154:79-97, 1995.         [ Links ]